H2O2-NOX系统- 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制

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H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与

胁迫响应机制

周丛义1, 吴国利1, 段壮芹1, 吴丽丽2, 高永生2, 陈坤明3*

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浙江大学农业与生物技术学院作物科学研究所, 杭州 310029; 中国计量学院生命科学学院, 杭州 310018

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西北农林科技大学生命科学学院, 杨凌 712100

摘要 以H2O2为中心的活性氧(reactive oxygen species, ROS)的产生是动植物发育与响应外界生物与非生物胁迫的普遍特征, 其在生理和分子2个水平上植物的发育和对外界胁迫的响应, 并与一系列信号转导过程相关联。作为关键的ROS产生酶, 质膜NADPH氧化酶(plasma membrane NADPH oxidase, PM-NOX)在植物应对各种生物和非生物胁迫中具有重要作用, 被广泛认为是胁迫条件下植物细胞ROS产生并积累的主要来源。该文简要综述了近年来人们在植物细胞ROS产生、清除、生理功能以及PM-NOX酶的结构特征与功能等方面的研究进展, 并认为H2O2-NOX系统是一种植物体内普遍存在的重要发育与胁迫响应机制。

关键词 发育, H2O2, 质膜NADPH氧化酶, 胁迫响应

周丛义, 吴国利, 段壮芹, 吴丽丽, 高永生, 陈坤明 (2010). H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制. 植物学报 45, 615–631.

干旱与盐渍等环境胁迫是影响植物生长发育的主要逆境因子。近年来的研究发现, 以过氧化氢(hydrogen peroxide, H2O2)为中心的活性氧(reactive oxygen species, ROS)爆发(oxidative burst)是动植物对外界生物与非生物胁迫响应的普遍特征(Neill et al., 2002; Edreva, 2005; Foyer and Noctor, 2005)。包括干旱(Reddy et al., 2004)、盐渍(Shalata et al., 2001)、重金属(Romero-Puertas et al., 2004)、病原菌侵染(Mur et al., 2005)和臭氧(Evans et al., 2005)等在内的环境胁迫均可导致ROS在植物体内的积累。以往人们认为ROS在植物体内的产生与积累是有害的, 会损伤膜系统, 并使植物遭受氧化胁迫。然而随着研究的不断深入和研究手段的进步, 人们发现胁迫条件下ROS的产生并非只有毒害作用, ROS的产生还是植物感知并传递胁迫信号的重要途径(Neill et al., 2002; Laloi et al., 2004; Kangasjarvi et al., 2005)。ROS的作用依赖于其在植物体内的浓度。研究发现, 高水平H2O2可引发超敏作用而使细胞死亡(Jabs et al., 1996), 而低浓度H2O2的产生具有促进

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细胞周期(Reichheld et al., 1999)、刺激次级细胞壁分化(Potikha et al., 1999)和保护内皮细胞(Haen- deler et al., 2004)等作用。由此人们逐渐认识到, 以H2O2为中心的ROS在植物体内的产生是植物感知并应对环境胁迫的重要生理机制, 处于植物对环境胁迫发生响应的关键环节。

作为一种普遍存在于生物界的ROS产生关键酶, 质膜NADPH氧化酶(plasma membrane NADPH oxidase, PM-NOX)在植物应对各种生物和非生物胁迫中具有重要作用, 已经被广泛认为是胁迫条件下植物细胞ROS产生并积累的主要来源(Geiszt, 2006; Bedard et al., 2007; van Breusegem et al., 2008)。该酶的化学抑制剂(如diphenylene iodinium, DPI)能够阻止或减少ROS在植物遭受一系列生物或非生物胁迫时的产生与积累(Overmyer et al., 2003; Laloi et al., 2004; Mittler et al., 2004)。基因敲除实验证明, PM-NOX的表达与植物的抗逆性密切相关(Overmyer et al., 2003; Laloi et al., 2004; Mittler et al., 2004; Demidchik et al., 2009)。例如, 缺失PM-NOX基因

收稿日期: 2009-10-23; 接受日期: 2009-12-25 * 通讯作者。E-mail: kunmingchen@nwsuaf.edu.cn

616 植物学报 45(5) 2010 AtrbohD和AtrbohF的拟南芥(Arabidopsis thaliana)植株, ROS的产生被抑制, 但同时对病原菌攻击的抗性也有所降低(Torres et al., 2002)。鉴于ROS在生物体细胞内的多重作用, 目前已经发现PM-NOX酶家族不单只是产生ROS, 而且参与了细胞跨膜电势的调节, 并对细胞的生长、发育以及抵抗胁迫等也具有重要作用(Bedard et al., 2007)。当前, 有关ROS与PM-NOX酶的关系及其信号分子作用方面的研究, 已经成为被普遍关注的热点研究领域, 研究进展迅速。然而截至目前, 有关该酶生理功能及其在植物胁迫响应中作用机制方面的研究还相当有限, 人们对该酶基因表达、及其在分子水平调节ROS产生从而介导植物胁迫响应过程的机制还不甚了解。本文简要综述了近年来H2O2等ROS在植物细胞中的产生、清除、生理功能及其产生关键酶PM-NOX特性方面的研究报道, 以期为进一步了解与明确H2O2-NOX系统在植物生长发育与胁迫响应中的功能及其作用机制提供参考。

1 以H2O2为中心的ROS在生理和分子两个水平上植物的发育和对外界胁迫的响应并与一系列信号转导过程相关联

1.1 植物体内ROS的产生与清除

ROS是外源性氧化剂或细胞内有氧代谢过程中产生的具有很高生物活性的含氧化合物的总称, 包括超氧阴离子(O–

2· )、过氧化氢(H2O2)、羟自由基(HO·)和一氧化氮(NO)等。超氧阴离子是一种重要的ROS, 它由氧分子接受一个电子而形成。O–

2· 在水溶液中易发生歧化反应生成H–

2O2, 在酸性环境中高浓度O2· 的质子化产物HO·更易发生此反应。因此在生理条件下, 一旦形成超氧化物自由基, H2O2必然产生。与O–2· 不同, H2O2不是自由基, 而是一种更稳定的分子。H2O2是一种重要的ROS, 在动物中, 它和老龄化及其它一些疾病如糖尿病的发生有重要关系(Chen et al., 2008)。芦光新(2002)在禾谷类作物与白粉菌互作的研究中证明, 病原菌侵入植物后可诱导活性氧的产生, 并且在非寄主互作中比寄主互作中活性氧的积累更明显。活性氧迸发已被认为是寄主防卫反应之一, 在植物的抗病性中具有很重要的作用。

图1显示了植物体内ROS的产生与清除途径。植

物体内活性氧可以经由许多代谢途径产生, 如光合作用和光呼吸作用。细胞内具有高度氧化活性或强烈电子传递作用的细胞器或部位都可以产生ROS, 如叶绿体、线粒体和微粒体(Fleury et al., 2002; Edreva, 2005)。植物细胞内ROS的产生一般经由下列6种方式: (1) 叶绿体内的Mehler反应和天线色素在CO2固定受到的条件下(如干旱、盐害、高温以及这些因素与强光的共同作用等)产生ROS; (2) 在C3植物中CO2供应可以激活光呼吸途径, 经由过氧化物酶体中的乙醛酸氧化酶催化产生H2O2; (3) 在微粒体脂肪酸氧化过程中, H2O2作为脂肪酸的副产物产生; (4) 在电子传递受到抑制条件下, 电子传递链的过度还原产生O–

2· ; (5) 质膜NADPH氧化酶(PM-NOX)将分子氧还原生成O–

2· ; (6) Ph-依赖的细胞壁过氧化物酶、草酸氧化酶和胺氧化酶可以在质外体中产生ROS。此外, 病原伤害和环境胁迫也可以启动NOX酶的合成作用(Sagi et al., 2004)。为了控制ROS水平, 生物体内还存在一套ROS清除系统或抗氧化系统(antioxidant systems)。这一系统可分为2类: 一类是抗氧化酶系统, 主要包括超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)、过氧化氢酶(catalase, CAT)、过氧化物酶(peroxidase, POD)、谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase, GR)、抗坏血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase, APX)、谷胱甘肽过氧化物酶(glutathione peroxidase, GP)、谷胱甘肽转移酶(glutathione S-transferase, GST)及单脱氢抗坏血酸还原酶(monodehydroascorbate reductase, MDHAR)和脱氢抗坏血酸还原酶(dehydroascorbate reductase, DHAR)等, 它们还原已被氧化的抗氧化剂小分子物质以达到清除自由基的目的; 另一类是小分子抗氧化物质, 如维生素E、抗坏血酸(ascorbate, ASC)、谷胱甘肽(glutathione, GSH)、一氧化氮(nitric oxide, NO)和β-胡萝卜素等, 当植物受到环境胁迫时, 这类抗氧化物质含量增加, 以清除体内过多的ROS(Mittler, 2002)。一般而言, 当植物细胞产生氧化胁迫后, 各种ROS大量积累, 通过抗氧化酶类的酶促反应以及抗氧化物质与抗氧化物酶的协同作用, 可以降低植物细胞中的ROS, 将氧化胁迫的伤害降到最低水平, 从而保证植物的正常生长。超氧自由基(O–

2· )被超氧化物歧化酶(SOD)歧化为过氧化氢(H2O2), 较高浓度的H2O2在过氧化物酶体和乙醇酸循环体中能

周丛义等: H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制 617

图1 以H2O2为中心的ROS在植物细胞内的产生与清除途径

(Neill et al., 2002)

正常代谢条件下, 叶绿体Mehler反应、线粒体电子传递及过氧化物体光呼吸过程均可产生H2O2。过氧化物体还可通过其它途径产生H2O2。在生物或非生物胁迫条件下, 不仅叶绿体、线粒体和过氧化物体等器官中H2O2的释放量增加, 其它一些酶系统如质膜NADPH氧化酶(PM-NOX)或细胞壁过氧化物酶也可大量释放H2O2。H2O2可在胞内或胞间自由扩散, 而膜上的过氧化膜蛋白通道可加速其扩散。胞内H2O2的水平由H2O2产生与代谢的速率决定, 其中广泛存在于叶绿体、线粒体和胞质中的ASC-GSH循环及存在于过氧化物体中的CAT和存在于叶绿体和线粒体中的POD等酶类在H2O2代谢过程中起关键作用。在胁迫条件下, PM-NOX酶系统可能是H2O2释放的主要来源。

Figure 1 Production and detoxification of ROS in plant cells (Neill et al., 2002)

H2O2 is generated in normal metabolism via the Mehler reac-tion in chloroplasts, electron transport in mitochondria and photorespiration in peroxisomes. Peroxisomes may also contain other systems that generate H2O2. Abiotic and biotic stresses enhance H2O2 generation via these routes and also via enzymatic sources such as plasma-membrane-localised NADPH oxidases (PM-NOX) or cell wall peroxidases. H2O2 diffuses freely, perhaps facilitated by movement through peroxiporin membrane channels. Cellular H2O2 levels are determined by the rates of H2O2 production and metabolism via catalase (CAT) and the ubiquitous ascorbate-glutathione cycle (ASC-GSH cycle), which involves ascorbate peroxidase (APX), dehydroascorbate reductase (DHAR) and glutathione reductase (GR). H2O2 also reacts with glutathione to convert it from its reduced state (GSH) to its oxidised state (GSSG). PM-NOXs catalyze O–

–

2 to form O2· and then O2· will be con-verted to H2O2 by superoxide dismutase (SOD).

被过氧化氢酶(CAT)催化转化为氧和水, 而在不含CAT酶的细胞质和叶绿体中或在含CAT酶量很少的线粒体中, H2O2又能借助其它还原剂在过氧化物酶(POD)的催化下反应生成H2O和O2。单线态氧和羟基自由基离子在谷胱甘肽途径中被消耗。抗氧化小分子物质抗坏血酸(ASC)和谷胱甘肽(GSH)也可以直接清除ROS。抗坏血酸通过2条途径重新产生。一方面, 单脱氢抗坏血酸在原生质体中通过酶促反应还原成抗坏血酸; 另一方面, 单脱氢抗坏血酸被自发地歧化成脱氢抗坏血酸, 脱氢抗坏血酸再与谷胱甘肽(GSH)反应, 产生抗坏血酸和氧化谷胱甘肽(GSSG)。而GSSG又可被谷胱甘肽还原酶(GR)还原, 生成GSH, 这期

间需要消耗NADPH(Neill et al., 2002; 赵可夫和范海, 2005)。以盐胁迫为例, 多数研究表明, 盐胁迫可导致植物SOD、POD和CAT等酶活性升高, O–

2· 等ROS含量降低, 植物耐盐性增强(王东明等, 2009)。Shalata等(2001)在番茄(Lycopersicon esculentum)中发现, 盐胁迫下SOD等抗氧化酶类活性及ASC和GSH含量的升高具有种属差异性, 抗盐品系能够维持较高的抗氧化系统活性。转基因研究进一步表明, SOD、APX和DHAR等酶活性高表达的转基因烟草(Nicotiana tabacum)植株, 对百草枯和盐胁迫诱导的氧化胁迫的耐受性明显提高(Lee et al., 2007)。

1.2 以H2O2为中心的ROS参与细胞发育和生长的调节

H2O2参与细胞周期。有研究结果表明, 植物受到氧化胁迫后, 产生的H2O2可刺激细胞中与细胞周期相关的ANP1蛋白的表达(Nakashima et al., 1998; Kovtun et al., 2000)。在烟草细胞培养中, 发现氧化胁迫能引起烟草细胞周期停止, 抑制A型细胞周期蛋白的表达及细胞周期蛋白依赖性激酶(cyclindepe- ndent kinase, CDK)活性并能激活抗性基因, 一旦胁迫解除或受到诱导, 停在G0或G2期的细胞能重新进入细胞周期(Desikan et al., 1998; Reichheld et al., 1999; Hirt, 2000)。同样地, 在小麦(Triticum aesti-vum)中, 当叶片水势降低到–0.3 Mpa以下(中度水胁迫)时, 小麦CDK的活性受抑制, 小麦细胞停滞在G2期(Schuppler et al., 1998)。植物在逆境下减少细胞不仅能使植物自身保存能量用以对抗逆境, 而且可以减少遗传物质的复制, 从而降低遗传损伤的

618 植物学报 45(5) 2010 风险。

H2O2在非生物胁迫下提高植物的抗逆性。如在盐胁迫下, 水稻(Oryza sativa)根受诱导产生H2O2, 并且H2O2参与OsGR2和OsGR3的表达, 提高水稻的抗逆性(Hong et al., 2009)。Wahida等(2007)用H2O2预处理种子, 可通过缓和氧化损伤与促进应激蛋白的表达提高小麦幼苗的耐盐性。Wei等(2009)研究表明在渗透胁迫下, H2O2和ABA影响大麦(Hordeum vulgare)籽粒发育过程中β-淀粉酶的活性。Chen等(2007a)在铅胁迫下通过施加外源水杨酸(SA)改变H2O2水平, 对水稻幼苗的生长起作用。我们通过对分布于西北巴丹吉林沙漠边缘的4种不同生态型芦苇适应机制的研究, 发现与生长于典型水生生境的水生芦苇相比, 极端陆生生境下的沙生芦苇和盐生芦苇叶片H2O2的水平表现出明显的两极差异, 沙生芦苇叶片H2O2含量显著低于水生芦苇而盐生芦苇的H2O2含量明显高于水生芦苇(Chen et al., 2007b); 而且, 芦苇叶片中较低的H2O2含量是与其叶片较高的GSH代谢速率和较高的胞内还原势相对应的(Chen et al., 2003)。这些研究表明H2O2不是简单地作为环境胁迫的代谢废物, 而可能作为重要的调节因子参与芦苇对长期极端陆生生境的适应过程。

H2O2还参与植物细胞壁的形成。植物受到病原菌的入侵时, 活性氧迸发的激发子能诱导细胞壁木质化(Bruce and West, 19; Lange et al., 1995)。在这个过程中, H2O2和过氧化物酶活性的增加, 有利于细胞壁加厚, 从而阻止病原菌入侵。Olson和Varner(1993)观察到植物组织木质素积累的位点上有H2O2的合成。Bradley等(1992)通过实验证明, 蚕豆(Vicia faba)和豌豆(Pisum sativum)的悬浮细胞用真菌激发子处理后, 用SDS溶液从细胞壁中抽取的蛋白质发生氧化交联, 这种细胞壁氧化交联的蛋白起着强化细胞壁的作用。Potikha等(1999)在棉花(Gossypium hirsutum)纤维发育过程中直接检测到H2O2的产生, 并且发现H2O2产生的时间与次生壁开始沉积的时间一致; 抑制或清除H2O2的产生会阻止次生壁的分化, 而且外源H2O2能促进次生壁的形成。

以H2O2为中心的活性氧还直接参与植物细胞形态建成和极性生长过程。Papadakis和Roubelakis- Angelakis(2002)研究烟草和葡萄(Vitis vinifera)原生质体系统的再生时发现, ROS对原生质体的命运有决

定性作用。研究结果表明, 外源H2O2对枸杞(Lycium chinense)体细胞胚胎有诱导作用, 在培养基中加入200 µmol·L–1 H2O2时, 体细胞胚胎的诱导率可增加1倍(Cui et al., 1999)。Tian等(2003)在草莓愈伤组织的器官发生过程中, 同步检测活性氧及抗氧化酶的代谢, 发现H2O2的水平伴随着愈伤组织中维管组织的形成和芽原基的出现而升高, 表明二者之间存在某种内在相关性。Potocky等(2007)从烟草花粉管顶端检测到了ROS的存在, 并认为此现象的产生不仅是花粉管以正常速率生长的需要, 而且很可能是一种控制细胞极性生长的普遍机制。裸子植物花粉管顶端也存在ROS且其在花粉管顶端的梯度分布是花粉管极性发育的重要因素之一(Liu et al., 2009)。除了花粉管, 其它重要的极性生长过程, 如根毛的发育(Takeda et al., 2008; Monshausen et al., 2009)和真菌菌丝的生长(Cano-Dominguez et al., 2008)也需要ROS的参与。

以H2O2为中心的活性氧还直接参与植物种子的萌发过程。Schopfer等(2001)使用发光探针直接在萌发的萝卜(Raphanus sativus)种子中检测到了ROS的产生, 且ROS发生在胚扩张和突破种皮的过程中。在百日草(Zinnia elegans)种子的萌芽过程中和玉米(Zea mays)叶片的扩展区也同样检测到了较高的ROS活性(Ogawa and Wabuchi, 2001; Rodriguez et al., 2002)。

ROS还刺激植保素的合成。研究证明病原菌、激发子、外加H2O2能诱导植保素的合成(Apostol et al.,19)。Legendre等(1993)研究发现, ROS生成抑制剂DPI可以完全阻止病原菌或激发子等诱导的植保素合成和ROS的迸发, 而抗氧化剂的加入则阻止植保素的合成。

此外, 还有研究发现H2O2介导生长素调节的向地性反应和ABA诱导的气孔运动调节。徐新娟(2007)发现, 重力诱导H2O2在玉米根部的不对称分布和生长素的作用一样, 而且外源H2O2或抗氧化剂的使用可以促进或抑制根向地性的产生。苗雨晨等(2001)研究表明ABA可诱导气孔保卫细胞形成H2O2, 而形成的H2O2参与调节气孔运动。H2O2还参与了ABA诱导的花色素苷在水稻幼苗叶片中的积累。Hung等(2008)选用ABA敏感型(TN1)和不敏感型(TN67)水稻进行实验, 研究结果表明在ABA处理下, H2O2参与了ABA敏

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感型材料TN1的完整叶片和离体叶片幼苗花色素苷的积累。另外, H2O2还参与了甲基茉莉酮酸酯诱导的NH4+在水稻叶片中的积累(Hung and Kao, 2007)。

1.3 ROS作为信号分子或其它信号分子的次级信使参与一系列胁迫信号转导过程

如上所述, 植物中ROS的来源主要是叶绿体和线粒体的电子传递链、某些氧化或过氧化物酶及光敏感体(如叶绿素分子等)。拟南芥中, 至少有152个基因参与ROS水平的调节, 这些基因编码与ROS产生和清除相关的蛋白质(Mittler et al., 2004)。在动物细胞中, Haendeler等(2004)利用10–50 µmol·L–1 H2O2处理人脐带血管内皮细胞, 发现低剂量的ROS通过上调硫氧还蛋白-1的表达, 提高了内皮细胞对细胞凋亡的抵抗。Mur等(2005)通过人为控制植物细胞中H2O2和其它ROS的施用浓度, 发现烟草对病原菌的抵抗信号的触发及超敏反应的发生, 既依赖于质外体的氧爆发, 也需要其它机制参与来应对H2O2产生所引发的生理影响。胁迫条件下ROS的产生还与一系列重要信号转导过程密切相关。当前已有的资料表明, ROS信号可以触发或介导Ca2+(Evans et al., 2005)、NO (Delledonne et al., 2002)、促细胞原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase, MAPK)(Ikner and Shiozaki, 2005)、胁迫激素如水杨酸(salicylic acid, SA)、茉莉酸(jasmonic acid, JA)和乙烯(ethylene)等信号转导途径(Overmyer et al., 2003)。由此可见, ROS在植物胁迫响应与忍耐机制形成与发育中的作用可能与触发有关胁迫响应机制并引起一系列胁迫信号应答反应相关。而Mullineaux等(2007)通过对拟南芥叶片的研究表明, H2O2的信号传输具有空间依赖性。近年来的研究表明, ROS还能与植物中的其它信号分子相互作用, 或作为其它信号分子的次级信使, 从而形成一个信号转导反应网络, 在植物的多种生理反应, 特别是抗性反应中发挥作用。

已有研究表明, 在植物的系统获得性反应(syste- mic acquired resistance, SAR)中, H2O2是水杨酸的下游信号分子, SA能与过氧化氢酶结合并使之失活从而引起H2O2水平的上升, 导致PR-1基因受诱导表达, 产生病原相关蛋白PR-1(pathogenesis-related, PR)(Chen et al., 1993)。Harfouchea等(2008)研究表明水杨酸诱导endochitinase PR基因表达和H2O2氧

化物的爆发, 并且表明水杨酸是抵御病原体信号转导通路的一个重要部分。彭喜旭等(2009)采用盆栽实验方法研究了外源水杨酸对锰污染红壤中玉米的生长、脂质过氧化程度、活性氧水平以及抗氧化酶活性的影响, 结果表明水杨酸调节抗氧化酶活性, 保护组织细胞免遭氧化损伤。越来越多的证据表明, H2O2和水杨酸是植物抗性适应中相互补充的次级信号分子。例如, 在植物的热激反应中, H2O2和水杨酸的水平同时上升; 用H2O2和水杨酸分别喷洒植物能增强其抗热性(Dat et al.,1998a, 1998b)。van Camp等(1998)还提出了一个H2O2与水杨酸相互作用的模式: H2O2与水杨酸共同构成一个自主扩增系统(self-amplifying system), 即H2O2诱导水杨酸积累, 反过来, 水杨酸增强H2O2的积累。这一循环能产生H2O2和水杨酸的微型迸发(microburst), 从而保证H2O2信号转导作用于氧化胁迫引起的细胞死亡, 并导致植物产生获得性免疫反应。

H2O2与气体激素乙烯也有相互作用。乙烯是另一个早已被人们认识的植物抗性反应中的信号因子, 特别是在植物与病原物相互作用的过程中, 乙烯在与抗性相关的反应中起作用, 并可能与这一防御反应中的H2O2相互作用。Levinsh和Tillberg(1995)运用过氧化氢酶缺失突变体进行研究, 发现外源H2O2能诱导松针中乙烯的产生, 而且乙烯产生的高峰出现在植物体内源H2O2的积累之后和水杨酸产生之前。这暗示在植物的抗性反应中H2O2可能是乙烯的上游信号因子。Jong等(2002)也报道在悬浮培养的番茄细胞程序化死亡释放H2O2过程中乙烯有重要的调节作用。另外, 利用拟南芥的臭氧敏感型突变体, 有人发现乙烯生物合成的特异性激发和信号转导对于植物体内O–

2·的积累和细胞的死亡是必需的(Overmye et al., 2003)。

Ca2+作为普遍存在的细胞内第二信使, 在植物细胞的生长、发育和防御反应中起作用。很多实验表明Ca2+与ROS的产生直接相关(Harding et al., 1997; Coelho et al., 2002)。Pei等(2000)报道, H2O2可以激活Ca2+通道从而调节保卫细胞中ABA的信号传递。外源Ca2+也能刺激ROS的产生, 而Ca2+螯合剂EGTA和Ca2+通道抑制剂LaCl则能抑制ROS的产生。此外, Ca2+能激活细胞质膜氧化还原酶类(如NOX酶、过氧化物酶等)的活性, 从而促进植物体内ROS的产生, 增强植物的过敏反应和系统获得性反应。如

620 植物学报 45(5) 2010 Ogasanara等(2008)发现, Ca2+与磷酸化过程能够协同促进拟南芥AtrbohD(一种NOX酶)的活性, 从而促进ROS的产生。这些研究结果同时也揭示, 胁迫条件下植物体内Ca2+水平的上升与活性氧的迸发是密不可分的, 两者可共同在植物防御反应中发挥作用。

H2O2还与ABA等信号系统相关联。作为植物发育的重要调节物质, ABA参与植物发育的诸多重要过程, 如种子贮藏蛋白和脂质的合成, 加强种子的干燥耐受力和休眠行为, 抑制从胚胎发育到营养生长再到生殖生长的转变, 以及植株胁迫响应等过程。苗雨晨等(2000)还证明H2O2参与了ABA诱导的蚕豆气孔运动过程。据Guan等(2000)报道, ABA可以诱导玉米CAT1基因的表达且H2O2可能是ABA诱导气孔关闭信号转导链的中间成分。Pei等(2000)以拟南芥ABA缺失突变体为材料也获得了类似的结果, 发现ABA诱导保卫细胞H2O2的产生, 然后H2O2激活Ca2+通道, 促使气孔关闭。朱丹等(2006)通过组织化学染色和电镜观察并结合酶活性分析表明, ABA可通过诱导玉米叶片PM-NOX酶、细胞壁POD及质外体PAO活性的升高, 使其质外体产生H2O2, 其中PM-NOX酶起主要作用。H2O2等ROS的产生还与MAPK信号系统相关联(Ikner and Shiozaki, 2005; Asai et al., 2008; Lin et al., 2009)。Asai等(2008)发现在烟草中MAPK信号系统NO的产生和NOX酶依赖的ROS的释放。Lin等(2009)发现在玉米中ABA诱导产生的H2O2可活化一个46 kDa的MAPK蛋白(p46MAPK), 同时p46MAPK的活化又可以调节H2O2的释放。

2 质膜NADPH氧化酶(PM-NOX)是 胁迫条件下植物细胞ROS产生并积累的主要来源

研究表明, 质膜NADPH氧化酶(PM-NOX)是一种普遍存在于各种生物中的ROS产生酶。在胁迫条件下, 它被认为是生物ROS产生的主要来源(Lamb and Dixon, 1997; Vignais, 2002; Lara-Ortiz et al., 2003; Bedard and Krause, 2007)。该酶是一类含有亚铁血红素的跨膜蛋白, 它的主要功能是从胞质电子供体获得电子, 然后将获得的电子跨膜转运给胞外的电子接受体。大多数情况下, NADPH作为主要的电子供体而活性氧ROS则作为主要的电子接受体。鉴于ROS在

生物体细胞内的多重作用, 随着对PM-NOX酶研究的不断深入, 人们发现PM-NOX酶家族不仅产生ROS, 而且参与了细胞跨膜电势的调节, 并对细胞的生长、发育以及抵抗胁迫等重要生理过程具有作用(Bedard and Krause, 2007; Bedard et al., 2007)。

2.1 PM-NOX的结构与类型

PM-NOX酶首先在人的嗜中性粒细胞中被发现, 主要由2部分组成: 一部分为核心酶, 由p40phox、p47phox、p67phox、p22phox和gp91phox组成; 另一部分为2个小分子量的鸟苷酸结合蛋白Rac2和Rap1A。在静息状态下, PM-NOX酶无活性, p40phox、p47phox和p67phox作为一个复合体存在于细胞质中, p22phox和gp91phox以异二聚体形式存在于质膜中, 该二聚体被称为细胞色素b558。gp91phox为大分子的糖蛋白, 含有辅基FAD和血红素。p22phox为小分子量的蛋白质, 它的C末端有一个富含脯氨酸的尾巴, 可能用来结合NOX的胞质激活因子从而发挥细胞内调节作用。Rac2位于胞质中, Rap1A位于质膜中。当细胞受到病原菌的刺激时, p40phox、p47phox和p67phox复合体与结合了GTP的Rac2一起迁移到质膜与细胞色素b558结合, 形成有活性的PM-NOX酶, 然后该酶以胞质NADPH为电子供体, 催化胞外O–

–

2短时间生成大量的O2· , O2· 很快歧化为·OH和H2O2等其它活性氧(郝福顺和陈珈, 2005; Bedard et al., 2007)。NOX酶介导的化学反应式如下:

PM-NOX酶有3个亚型(图2)。(1)原始型, 包括fungal FRE、fungal NOX、NOX1、NOX2、NOX3和NOX4, 主要存在于真菌和动物中; (2)NOX5-like型, 包括NOX5和植物NOX, 主要存在于动物和植物中; (3)DUOX型, 包括DUOX1和DUOX2, 主要存在于动物中。其典型结构含有6个跨膜结构域(DUOX类型有7个)、2个血红素结合位点和1个胞内NADPH结合位点。NOX5-like型还含有2–4个EF手性钙离子结合位点; DUOX型除具有NOX5-like型的全部结构外, 还具有一个跨膜的过氧化物酶结合位点。NOX5-like型的植物NOX酶与其它2个亚型不同, 因为在它的结构中没有发现有与p47phox、 p67phox以及p22phox同源

周丛义等: H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制 621

图2 NOX酶结构示意图(Bedard et al., 2007; Jones et al., 2007)

PM-NOX酶有3个亚型: 原始型(ancestral-type)、NOX5-like型和DUOX型。原始型的NOX酶有6个跨膜结构域, 其中包括2个亚铁血红素单元和1个长的NADPH结合胞质C-末端。 NOX5-like型的NOX酶除具有原始型的基本结构外, 在N-末端有2–4个EF手性Ca2+结合位点。DUOX型NOX酶除具有NOX5-like型酶的全部结构外, 还具有1个额外的N-末端跨膜结构域和1个胞外过氧化物酶类似物结构域。

Figure 2 Schematic representation of NOX family enzymes (Bedard et al., 2007; Jones et al., 2007)

In terms of global structure, three subtypes of NOX family enzymes can be distinguished. Ancestral-type NOX enzymes consist of 6 transmembrane domains, including two heme groups (Fe), and a long NADPH-binding cytoplasmic C-terminal. NOX5-like isoforms share the backbone with the ancestral type, however have an N-terminal extension con-taining 2 to 4 EF hand Ca2+-binding sites. DUOX enzymes share the all over structure with NOX5-like isoforms, however have an additional N-terminal transmembrane domain and extracellular peroxidase homology domain.

的亚单位。NOX1、NOX2、NOX3和NOX4发挥活性无需Ca2+的参与, 而主要在动物精子和淋巴细胞中表

达的NOX5的活性却是Ca2+依赖的, 并随Ca2+浓度的增加活性增强。NOX2的同源物DUOX1和DUOX2被Deken等(2002)证实主要在动物的肺、小肠和甲状腺中表达, 其特点是具有一个附加的过氧化物酶结构域(Geiszt, 2006)。

NOX酶的进化(图3)更像是单细胞或者早期多细

图3 PM-NOX进化结构示意图(Bedard et al., 2007; Jones et al., 2007)

原始型NOX最有可能在单细胞生物或非常早期的多细胞生物中形成, 很早就分化成真菌NOX、动物NOX和植物NOX。原始型NOX主要在真菌中被发现, 分真菌FRE和真菌NOX两类; 原始型NOX单独与活化单元(activator units)结合形成NOX4, 而与活化单元及组织单元(organizor units)结合形成NOX1、NOX2和NOX3, 这些NOX类型只在动物中被发现。原始型NOX进化获得EF手性结构后, 形成NOX5-like型NOX酶, NOX5-like型酶再分别在动物中进化成NOX5和DUOX类型, 在植物中进化成植物NOX。

Figure 3 Hypothetical scheme of PM-NOX evolution (Be-dard et al., 2007; Jones et al., 2007)

An ancestral NOX developed most likely in monocellular or very early multicellular organisms, preceding the separation into fungus, animal and plant kingdoms. Fungi have only ancestral NOX variants, which also include ferric reductases (FRE). Some fungal NOX isoforms may have acquired a mechanism of regulation by cytoplasmic activator subunits. Animals maintained ancestral type NOXs, but acquired more versatility through the development of additional subunit re-quirement (NOX1–3). Acquisition of EF hands led to the de-velopment of NOX5-like isoforms, which most likely preceded the separation into animals and plants. Plants apparently lost ancestral NOXs and exclusively express NOX5-like isoforms. Animals maintained both ancestral NOXs and one NOX5 iso-form, and in addition developed DUOX isoforms from NOX5 through the acquisition of peroxidase-homology domains.

622 植物学报 45(5) 2010

胞有机体的进化, 很早期就分化为真菌NOX、动物NOX以及植物NOX。只有真菌NOX是原始型NOX酶的异构体, 它包含亚铁血红素的结合位点, 真菌NOX酶在细胞质刺激因子的激活下已经具有调节细胞代谢活动的功能。动物NOX既拥有原始型NOX酶的构型又通过进化增加了亚单位, 因而具有更多的功能(NOX1–3), 其获得的EF手性结构又使得NOX5-like型向着动物NOX和植物NOX两个不同方向进化。植物NOX似乎只是NOX5-like型的专一进化, 而动物NOX则保留了原始型NOX酶和一种类型的NOX5构型, 并且通过NOX5获得了过氧化物酶同源结构域基因后促进了DUOX的进化(Bedard et al., 2007; Jones et al., 2007)。事实上, 近年来的研究表明, NOX酶在蛋白结构、机制和进化等方面有着更为复杂的生物学特征和种属差异(Sumimoto, 2008), 大量细节仍待进一步研究。这从另一个侧面也反映了该酶对生命体的重要性。

对植物NOX酶的研究相对滞后。Groom等(1996)首先在水稻的根和幼苗中发现了与噬菌体gp91phox 同源的RbohA基因的蛋白产物(NOX酶), 证实了水稻RbohA基因确实与水稻的抗氧化胁迫有关。随后在拟南芥、番茄(Amicucci et al., 1999)、马铃薯(Solanum tuberosum)(Yoshioka et al., 2003)、烟草(Yoshioka et al., 2001; Simon-Plas et al., 2002)等植物中也陆续发现了与gp91phox 同源的Rboh基因。目前从拟南芥中已得到10个与gp91phox 同源的Rboh基因(Sagi and Fluhr, 2006)。这些基因编码的蛋白(NOX酶类)大小在843–944个氨基酸残基之间, 预测的分子量均在100 kDa左右(表1)。它们结构类似而功能多样。我们通过数据库搜索发现, 在水稻基因组中至少有11个基因编码的蛋白被预测具有NOX酶活性, 其中9个基因编码的蛋白产物具有较为典型的NOX酶结构特点(OsNox01–09), 2个基因编码的蛋白产物(OsFRO1和OsFRO7)具有铁还原氧化酶特征(表1)。但相对于拟南芥NOX酶类, 这些NOX酶蛋白大小在537–1 033个氨基酸残基之间, 分子量大小的差异也较大, 在59.5–115.0 kDa之间(表1)。

2.2 植物PM-NOX的功能

研究表明, 在环境胁迫条件下, NADPH氧化酶(PM-NOX)是植物细胞H2O2产生并积累的主要来源。

该酶产生的ROS在抵御微生物的侵害和抵抗重金属毒害以及调节植物生长发育方面都有重要的作用。

2.2.1 PM-NOX参与植物对非生物逆境胁迫的响应 PM-NOX参与植物遭受干旱(Duan et al., 2009)、盐渍(Cazale et al.,1998; Avsian-Kretchmer et al., 2004; Valderrama et al., 2006)、机械伤害(Orozco- Cardenas et al., 2001)以及重金属镍(Hao et al., 2006)、铝(Hossain et al., 2005)毒害时的生理反应。Jiang和Zhang(2003)报道, 在ABA诱导的水分胁迫下玉米幼苗中产生了大量的O–

2· , 其质膜NOX酶活性显著提高, 同时抗氧化物酶SOD、POD和CAT等酶活性也提高。另外Kwak等(2003)利用拟南芥AtrbohD 和AtrbohF双突变体证明了PM-NOX酶与激素ABA信号转导有关。PM-NOX酶的化学抑制剂DPI能够阻止植物在遭受氧化胁迫时H2O2的产生或减少H2O2的积累。如镉能够诱导烟草悬浮细胞产生氧化猝发积累大量H2O2, 但是抑制剂DPI可以抑制镉诱导下的H2O2积累(Jiang and Zhang, 2003)。烟草悬浮细胞在低渗胁迫下, PM-NOX酶活性提高, DPI也能够有效抑制其活性(Cazale et al., 1998)。紫外线可显著升高PM-NOX的活性(Kalbina and Strid, 2006)。最近我们发现, 干旱能够刺激水稻NOX酶的活性, 且该酶活性的提高是与H2O2和O–

2· 等ROS释放的增加相对应的(Duan et al., 2009)。

PM-NOX还与Cu、Fe、Zn和K等金属的营养状况密切相关。在Cu缺乏或过量的情况下, 硬粒小麦根细胞质膜NOX酶活性明显提高(Quartacci et al., 2001)。Fe和Zn的缺乏分别导致番茄和菜豆(Phaseolus vulgaris)PM-NOX活性增加及ROS水平的提高(Pinton et al., 1994)。镉能够诱导烟草悬浮细胞产生氧化猝发, 用组织化学的方法证实H2O2首先产生于质膜, NOX酶的抑制剂DPI和imidazole都能够抑制H2O2的产生, 说明PM-NOX在此过程中起关键作用(Olmos et al., 2003)。Shin和Schachtman (2004)报道, 在拟南芥中, K+营养缺乏可诱导PM-NOX酶基因的表达, 但突变体rhd2在缺K+情况下NOX酶基因的表达不会升高。

2.2.2 PM-NOX参与植物对生物胁迫的响应 当致病菌侵染植物时, 植物会发生氧化猝发产生大量

周丛义等: H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制 623

表1 拟南芥与水稻中已经发现的PM-NOX酶

Table 1 Homologues of PM-NOX in Arabidopsis and rice 蛋白名称

其它名称

编码基因 At5g07390 At1g09090 At5g51060 At5g47910 At1g19230

氨基酸数目(aa) 902 843 905 921 926

分子量(kDa)

102.934 96.3 102.517 103.908 104.562 108.417 96.862 100.627

资料来源

http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=At5g07390 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=AT1G09090 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?name=AT5G51060&type=locus http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=AT5G47910 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=AT1G19230 http://arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=AT1G060 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?type=locus&name=At4g25090 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?name=AT5G60010&type=locus

拟南芥(Arabidopsis thaliana) AtRbohA AtRbohB AtRbohC AtRbohD AtRbohE AtRbohF AtRbohG AtRbohH AtRbohI AtRbohJ 水稻(Oryza sativa)

At1g060 944 At4g25090 At5g60010

849 886

At4g11230 941 At3g45810 912

106.951 http://arabidopsis.org/servlets/

TairObject?name=AT4G11230&type=locus

102.936 http://www.arabidopsis.org/servlets/

TairObject?name=AT3G45810&type=locus

101.759 85.336 94.79 92.35 107.171 115.014 112.134 72.025 99.3 59.4

http://www.uniprot.org/uniprot/Q5ZAJ0 http://www.uniprot.org/uniprot/O48539 http://www.uniprot.org/uniprot/Q8S1T0

http://www.expasy.org/uniprot/Q0DHH6_ORYSJhttp://www.expasy.org/uniprot/Q65XC8_ORYSJhttp://www.expasy.org/uniprot/Q0J595_ORYSJ http://www.uniprot.org/uniprot/Q69LJ7

http://peroxibase.toulouse.inra.fr/listing.php?

action=view&id=5486

http://www.expasy.org/uniprot/Q0IMU2_ORYSJ http://www.expasy.org/uniprot/Q0JAT2_ORYSJ

OsRboh01 OsNox01 Os01g0360200 905 OsRboh02 OsNox02 Os01g0734200 745 OsRboh03 OsNox03 Os01g0835500 843 OsRboh04 OsNox04 Os05g0465800 819 OsRboh05 OsNox05 Os05g0528000 951 OsRboh06 OsNox06 Os08g0453700 1 033 OsRboh07 OsNox07 Os09g0438000 1 007 OsRboh08 OsNox08 Os11g0537400 936 OsRboh09 OsNox09 Os12g0541300 2 OsFRO1 OsFRO7

Os04g0578600 537

Os04g0444800 756

83.156 http://www.uniprot.org/uniprot/Q0JCX7

ROS。这种ROS迸发已被认为是寄主防卫反应之一, 在植物的抗病性中具有很重要的作用。产生的ROS一方面通过本身的毒害作用杀死病原菌, 另一方面还能促进植物受侵染部位细胞壁糖蛋白的交联和木质素的合成, 阻止病原菌侵入邻近的组织或细胞。另外, 产生的ROS还可以与其它激素信号分子相互作用, 如ROS与水杨酸相互作用激发植物系统获得抗性反应, 从而对病菌产生抗性(Doke et al., 1996)。实验表

明, 拟南芥PM-NOX酶可在真菌激发子harpin诱导下表达并产生ROS(Desikan et al., 1998)。病毒诱导的基因沉默研究证明, 编码烟草PM-NOX酶NbrbohA和NbrbohB的基因在本塞姆氏烟草(Nicotiana bentha-miana)抗病反应中参与了H2O2的生成和对病菌的抵抗(Yoshioka et al., 2003)。在番茄抵抗病原菌的反应中, 与拟南芥CDPK相似的蛋白AK1-6H的易位表达可增强PM-NOX酶的活性及ROS的爆发(Xing et al.,

624 植物学报 45(5) 2010 2001)。用花叶病毒处理烟草叶片后能够增加NOX酶活性并且促进O–2·

的产生(Sagi and Fluhr, 2001)。Wu等(1995)用外源ROS处理细菌后, 静止期细胞的过氧化氢酶活性是对数期细胞的7倍多, 并且具有较高的抗性。这些研究结果表明ROS介导的抗病性需要PM-NOX酶的直接参与。

2.2.3 PM-NOX调节植物生长发育

Rodriguez等(2002)用H2O2荧光染色法观察到玉米生长过程中其叶片生长区会产生大量的H2O2, 当用NOX酶抑制剂DPI处理生长的玉米叶片时, 发现H2O2的积累受到抑制, 且这种抑制可以通过外施H2O2得到缓解。实验证明了质膜NOX酶是植物生长发育所必需的。有研究表明, H2O2在植物细胞壁形成以及木质部木质化的过程中有重要作用, 当用NOX酶抑制剂DPI处理时, 细胞壁形成过程中产生的H2O2减少, 细胞壁木质化程度降低(Potikha et al., 1999)。PM-NOX酶也参与调节植物根的形成和发育(Takeda et al., 2008; Monshausen et al., 2009)。例如, 拟南芥NOX酶缺失突变体rhd2, 由于NOX酶的缺失使根毛顶端质膜的超极化不能实现, 无法激活Ca2+通道, 从而使胞内Ca2+浓度不能升高而根毛生长受抑制(Foreman et al., 2003)。在ABA诱导的气孔关闭过程中, ABA诱导NO的产生和气孔关闭过程依赖H2O2的产生, 当抑制NOX酶的活性时, 这种ABA诱导的气孔关闭会减弱, 说明PM-NOX酶在诱导气孔关闭的过程中也发挥作用(Bright et al., 2006)。事实上, 最近取得的许多研究结果表明, PM-NOX酶广泛参与植物的正常发育过程, 从细胞分化(Cano-Dom- ínguez et al., 2008)到花粉管伸长(Potocky et al., 2007; Liu et al., 2009)以及根毛发育(Takeda et al., 2008; Mon-shausen et al., 2009)等一系列生理过程。

2.3 植物PM-NOX的活性调节

Ca2+作为细胞内的信号分子, 它偶联各种信号分子, 参与细胞的多种生命活动, 被认为是细胞内的第二信使。PM-NOX酶结构中有保守性的钙结合的EF手性结构, 所以Ca2+可以直接调节该蛋白的活性。Xing等(2001)报道在番茄原生质体中转入钙依赖蛋白激酶(CDPK)基因后, 会增加番茄原生质体中NOX酶的活性。钙调素也可能通过调节NAD激酶(NAD kinase,

NADK)增加NADPH的量间接激活NOX酶(Neill et al., 2002)。Jiang和Zhang(2003)报道, 在ABA诱导的水分亏缺的实验中Ca2+与由NOX酶产生的ROS相互交叉作用共同调节植物细胞对氧化胁迫的响应。实验表明, 氧化胁迫中Ca2+通道的阻断剂和Ca2+螯合剂EGTA对ROS的生成有抑制作用(Olmos et al., 2003)。Ca2+可能通过蛋白酶磷酸化来调节NOX酶的活性, 用蛋白激酶抑制剂staurosporine及钙调素抑制剂W-7和ophibolin处理可有效抑制激发子诱导的氧化猝发(Lamb and Dixon, 1997)。

PM-NOX酶还受其它植物激素信号的。外源ABA能显著提高细胞PM-NOX的活性,但ABA不能直接激活PM-NOX, ABA合成抑制剂钨酸盐可有效抑制其活性的升高, 钨酸盐的抑制效应能被外源ABA逆转(Jiang and Zhang, 2002)。当用PM-NOX酶的冗余拟南芥突变体AtrbohD和AtrbohF为材料研究ABA诱导的气孔关闭作用时, 发现ABA信号作用被减弱, 说明PM-NOX在保卫细胞ABA信号的传输中有重要作用(Kwak et al., 2003)。朱丹等(2006)通过组织化学染色和电镜观察并结合酶活性分析表明, ABA可诱导玉米叶片质外体H2O2积累, 并发现PM-NOX是ABA诱导H2O2产生的主要途径。

植物PM-NOX酶活性还受NAD激酶(NADK)的调节。NADK催化NAD磷酸化为NADP, 从而通过影响NADPH的形成而PM-NOX的活性。植物NADK也有多个同功酶, 如拟南芥中有3个基因编码NADK, 分别存在于线粒体、胞质和叶绿体中(Hunt et al., 2004)。我们通过搜索水稻数据库发现, 水稻NADK有4个同功酶: NADK1、NADK2、NADK3和NADK4。它们分别由4个基因(Os01g72690、Os11g08670、Os05g32210和Os09g17680)编码, 但其生物学功能与定位尚不清楚。最近我们分离得到的1个NADK1基因T-DNA插入缺失突变体表现出明显的植株矮化和结实率低等现象, 但引起这一现象的生理机制还不清楚。而NADK3基因缺失可能具有致死效应; 我们获得的1个NADK3基因T-DNA缺失突变的杂合体植株就已表现出明显的花发育异常和不育特征(未发表数据)。尽管目前对植物NADK的生物学功能还不甚了解, 但现有的研究表明, 该酶活性受Ca2+和钙调蛋白, 并通过控制NADP的形成而间接ROS的释放(Hunt et al., 2004)。

周丛义等: H2O2-NOX系统: 一种植物体内重要的发育与胁迫响应机制 625

此外, PM-NOX酶的活性可能受小Rac GTPase蛋白的调节。Wong等(2007)利用酵母双杂交实验和荧光能量共振显微技术发现并证明, Rac GTPase和NOX酶N-末端延伸区域之间的相互作用具有普遍性, 且水稻Rac1和水稻rbohB蛋白的共表达能够增强ROS的释放。

3 H2O2-NOX系统: 植物体内一种重要的发育与胁迫响应机制

如上所述, 以H2O2为中心的ROS及其产生的关键酶PM-NOX, 不仅参与植物细胞对外界众多生物和非生物胁迫的响应, 而且作为重要的信号分子或其它信号分子的二级信使参与植物细胞正常发育过程的调节。以H2O2为中心的ROS在植物发育与胁迫响应过程中产生的普遍性以及PM-NOX酶同源物在植物组织中的多样性揭示, H2O2-NOX系统可能是植物体内一种重要的发育与胁迫响应机制。

Evans等(2005)利用钙依赖的发光蛋白生物发光技术, 通过图像记录了不同H2O2产生与积累水平状况下植株钙的含量, 发现拟南芥对臭氧的感知与内源H2O2积累引起的钙响应密切相关。我们采用显微组化等手段对干旱条件下水稻ROS产生及其机制的研究表明, 干旱导致H–

2O2和O2· 等ROS水平升高且这种ROS水平的升高是与PM-NOX酶活性的大幅升高相对应的, 而且水稻PM-NOX酶在干旱条件下的被抑制显著降低了植株对干旱胁迫的抵抗能力。对该酶催化特性的进一步研究表明, 水稻PM-NOX酶是一种黄素蛋白(flavin)部分依赖的酶类, 且表现出明显的耐高温、嗜碱性的特点(Duan et al., 2009)。但是, 由于ROS在植物组织中的多样性以及在体内测定困难等因素, 当前人们对H2O2等ROS程序化产生、信号转导及其分子方面的研究仍然十分缺乏, 对这一重要机制的作用机理及其方式还不甚了解。然而随着先进技术的运用和实验手段的不断改进, 人们已经能够较长时间地跟踪环境胁迫下H2O2在植物体内的分布特点和规律, 能够通过NOX等关键酶基因敲除等手段人为控制H2O2在植物体内的产生, 从而为弄清植物H2O2信号转导及其分子机制提供了可能。例如, Mur等(2005)利用2个对H2O2响应的转基因AoPR10-GUS和PR1a-GUS作为报告因子, 通过葡

图4 H2O2-NOX系统作用与示意图

1: 环境胁迫或其它刺激因子刺激胞外Ca2+通过质膜上的钙通道进入细胞质; 2: Ca2+与胞质内的钙调素(CaM)相结合, 激活NAD激酶(NAD kinase), 磷酸化NAD(H)形成NADP(H), 并由此NOX酶的活性; 3: Ca2+激活胞内钙依赖的蛋白激酶(CDPK), 促使Rac GTPase与NOX酶N-末端区域结合, 激活ROS的产生; 4: 通过NOX酶产生的O–

2· 在胞外超氧化物歧化酶(SOD)的作用下形成H2O2, 或直接通过质膜上的阴离子通道进入胞内; 5: H2O2进入胞质并与胞质内其它来源的ROS一道触发一系列生理响应过程; 6: H2O2刺激胞内Ca2+的释放, 胞内Ca2+浓度升高反过来又阻止Rac蛋白与NOX的结合从而反馈NOX酶的活性; 7: H2O2活化MAPK蛋白, 同时MAPK活化又正反馈调节NOX酶的表达。

Figure 4 Regulation and mechanism of H2O2-NOX system in plants

1: Environmental stresses or other elicitors stimulate the influx of the extracellular Ca2+ into cytoplasm; 2: Activity of NAD kinase depends on Ca2+/calmodulin (CaM), as the only way of synthe-sising new NADPH is through the reduction of NADP+ synthe-sised by NAD kinases, or directly, through the action of an NADH kinase, the activation of these enzymes could be an im-portant first step towards ROS production; 3: Initial cytosolic Ca2+ influx activates calcium-dependent protein kinases (CDPK), which phosphorylates the N-terminal region of NOX, leading to a conformation change that facilitates Rac GTPase binding of NOX, leading to the activation of ROS production; 4: The oxida-tion of molecular oxygen at the plasma membrane to O–

2· is followed by a dismutation via SOD to H2O2; 5: The influx of H2O2 can induce a series of responses in plant cells including gene expression, specific enzyme activation and calcium release, etc; 6: The cytosolic Ca2+ elevation, subsequently, inhibits Rac bind-ing, thus terminating the oxidative burst; 7: The production of H2O2 induced by ABA or other elicitors activates mito-gen-activated protein kinases (MAPKs) and in turn the activa-tion of MAPKs also regulates the production of H2O2.

626 植物学报 45(5) 2010

萄糖:葡萄糖氧化酶(glucose:glucose oxidase, G: GO)系统人为施加不同水平的H2O2, 发现烟草对病原菌抵抗信号的触发及超敏反应的发生依赖于质外体的氧爆发和由之引起的其它响应机制的参与。最近我们通过数据库搜索发现, 水稻中PM-NOX酶同源物结构存在明显差异。尽管有推测认为所有植物Rboh基因产物(植物PM-NOX酶)都有300个氨基酸的外延, 参考文献

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激发产生O–2·

(Torres and Dang, 2005), 然而我们比对水稻基因组11个NOX酶基因编码蛋白的氨基酸序列和二级结构后发现, 水稻PM-NOX同源物中, 8个基因编码的蛋白具有1–4个EF手性Ca2+

结合位点, 9个基因编码的蛋白具有NADPH-Oxidase活性位点, 而2个基因编码的蛋白既没有EF手性结构域, 也没有NADPH-Oxidase活性结构域, 只具有铁还原酶(ferric reduction oxidase)结合位点和NOX_Duox_ like_FAD_NADP结构域。这种结构多样性暗示了其功能的多样性。进一步对编码水稻NOX酶的11个基因的表达进行研究后发现, 这11个基因对干旱胁迫的响应行为不同, 有些基因在干旱条件下表达上调, 如OsNox02、OsNox07、OsFRO1; 而有些基因则下调, 如OsNox01、OsNox03、OsNox05、OsNox06和OsFRO7; 还有的基因表达量不变, 如OsNox08(未发表数据)。表明水稻NOX酶活性的机制复杂, 不同NOX同功酶可能具有不同的生理功能。图4显示了植物H2O2-NOX系统可能的作用与机制。

总之, 当前研究结果强烈显示H2O2-NOX系统在植物生长发育与胁迫响应中具有重要的生理调节作用, 但人们对其作用机制、方式及其与其它代谢和信号途径的关系等还不甚了解。由于该酶结构的复杂性及成员的多样性, 其对不同发育过程或不同胁迫类型的响应机制可能不同, 因此在植物发育和胁迫响应中可能存在着复杂的分子和生理机制。后续的研究应当着重阐明H2O2等ROS的产生与PM-NOX之间的直接关系及不同NOX酶表达的时空差异, 并以此为突破口, 阐明H2O2-NOX系统的生理学功能及其作用机制。利用编码不同类型PM-NOX酶的基因缺失突变体或过表达株系进行研究可能是阐明这一重要系统作用机制的有效途径之一。

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H2O2-NOX System: an Important Mechanism for Developmental

Regulation and Stress Response in Plants

Congyi Zhou1, Guoli Wu1, Zhuangqin Duan1, Lili Wu2, Yongsheng Gao2, Kunming Chen3*

1

Institute of Crop Sciences, College of Agriculture and Biotechnology, Zhejiang University, Hangzhou 310029, China

3

College of Life Sciences, China Jiliang University, Hangzhou 310018, China College of Life Sciences, Northwest A & F University, Yangling 712100, China

2

Abstract An oxidative burst of reactive oxygen species (ROS) expression is a common response of plants to developmental events and to a number of biotic and abiotic stresses. ROS production physiologically and molecularly regulates development and the stress response and has been proposed as an intracellular second messenger mediating the induction of systematic acquired resistance and the control and regulation of a series of biological processes such as growth, cell cycle, programmed cell death and hormone signaling. The molecular and physiological data indicate functional and mechanistic similarities between the animal and plant NADPH oxidase (NOX), and this enzyme has been considered a major source of ROS production in all life kingdoms. The functions of plasma membrane NOX (PM-NOX) are tightly associated with the production and accumulation of ROS in plants. Here, we report on recent findings in the production and scavaging roles of ROS and the structural features and functions of PM-NOX in plants. The H2O2-NOX system may be an important mechanism for developmental regulation and stress response in plants. Key words development, H2O2, plasma membrane NADPH oxidase, stress response

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*Author for correspondence. E-mail: kunmingchen@nwsuaf.edu.cn

(责任编辑: 白羽红)